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科研 | npj Biofilms Microbi：实时监测瘤胃微生物群揭示其在奶山羊亚急性瘤胃酸中毒期间的作用

2021

09/08

微生态

A-

A+

总之，两组奶山羊供体的细菌群落和瘤胃发酵模式存在显著差异。RMT后，在结肠中发现了类似于瘤胃的发酵模式，结肠微生物群也更接近供体。

编译：微科盟阿Z，编辑：微科盟汤貝、江舜尧。

微科盟原创微文，欢迎转发转载，转载须注明来源《微生态》公众号。

导读

瘤胃微生物群随着高谷物日粮和亚急性瘤胃酸中毒（SARA）的发生而经常发生变化。为了实时监测细菌的变化，构建了一种谷物诱导的SARA山羊模型，该模型能显著降低瘤胃pH值至5.6以下，并提高瘤胃脂多糖浓度。16S rRNA基因测序结果显示，在饲喂后的连续6 h内，每小时都能鉴定出来自SARA组和健康组山羊之间的显著细菌差异。此外，在饲喂后6 h内，两组之间的29个常见差异属均与pH值和脂多糖的改变有关。移植SARA供体山羊的微生物群可在抗生素预处理的小鼠中诱发结肠炎症。总的来说，实时监测健康和SARA奶山羊在细菌群落和瘤胃发酵模式上的显著差异，然后将瘤胃微生物移植到抗生素处理的小鼠进行测试。

论文ID

原名：Real-time monitoring of ruminal microbiota reveals their roles in dairy goats during subacute ruminal acidosis

译名：实时监测瘤胃微生物群揭示其在奶山羊亚急性瘤胃酸中毒期间的作用

期刊：npj Biofilms and Microbiomes

IF：7.290

发表时间：2021.5.14

通讯作者：姚军虎＆武圣儒

通讯作者单位：西北农林科技大学动物科技学院

实验设计

结果

1 与健康奶山羊相比，SARA奶山羊的瘤胃发酵发生了变化

饲喂6 h后，与健康组奶山羊相比，SARA组瘤胃pH值低于5.6的持续时间明显延长，并且瘤胃脂多糖（LPS）浓度显著升高（图1a，b）。健康组山羊饲喂后瘤胃中乙酸比例以及乙酸与丙酸的比例显著增加。此外，在喂食后1 h，与其他组相比，SARA组中丙酸和丁酸的比例显著增加；健康组中异丁酸的比例和总挥发性脂肪酸浓度显著增加。然而，在其他时间点，SARA组和健康组之间未发现其他显著变化（图1c-h）。此外，在饲喂后的所有6 h内，瘤胃中戊酸和异戊酸的比例没有显著变化（图S1a，b）。

图1. 两组奶山羊供体的瘤胃发酵。a 两组奶山羊饲喂6h后瘤胃pH值的变化。b 饲喂后2h两组奶山羊瘤胃内LPS浓度的差异。c-h 两组奶山羊饲喂6h后瘤胃液中（c）乙酸，（d）丙酸，（e）异丁酸，（f）丁酸，（g）乙酸与丙酸的比例，（h）总挥发性脂肪酸的浓度。瘤胃pH值（a）采用单因素重复测量方差分析（一般线性模型中的重复测量分析），其他指标（b-h）采用Students’t检验进行分析。Health：健康组奶山羊，SARA：SARA组奶山羊。 * 表示差异处于显著水平，p < 0.05，**表示差异处于显著水平，p < 0.01。图上的误差线代表标准误差。

2 SARA奶山羊瘤胃微生物组成与健康奶山羊不同

根据α多样性分析，健康奶山羊瘤胃微生物群落的多样性和丰富度（Shannon指数和Chao1指数）均显著增加。进一步进行了β多样性分析，结果表明SARA组与健康组明显不同（图2a-c）。对两组细菌的差异进行了分析，在门水平上，两组共鉴定出27个细菌门，拟杆菌门、Patescibacteria、厚壁菌门、变形菌门、Kiritimatiellaeota和软壁菌门是共同的优势门（相对丰度 > 1%）（图2d）。此外，与SARA组相比，厚壁菌门、放线菌门、浮霉菌门、 Patescibacteria 、软壁菌门、装甲菌门和绿弯菌门的相对丰度显著增加，而拟杆菌门、蓝细菌门、螺旋体门、黏胶球形菌门、纤维杆菌门和Kiritimatellaeota的相对丰度显著降低（图S2a）。在属水平上，两个组共鉴定出527个细菌属，分别为普氏菌属1、瘤胃球菌属2、假丝酵母属、理研菌科RC9肠道类群、F082未分类类群、疣微菌科UCG-014、产粪甾醇真细菌类群、毛螺菌科XPB1014类群、毛螺菌科NK3A20类群、疣微菌科NK4A214类群，韦荣球菌科未分类类群、假丁酸弧菌属、柔膜菌纲RF39未分类类群和克里斯滕森菌科R-7类群是常见的优势属（相对丰度 >1%）（图2e）。通过对优势菌属的进一步分析，还鉴定出了发生显著变化的菌属。与健康组相比，瘤胃球菌属2、疣微菌科NK4A214类群、疣微菌科UCG-014、假丝酵母属、毛螺菌科XPB1014类群、产粪甾醇真细菌类群、毛螺菌科NK3A20类群、柔膜菌纲RF39未分类类群、假丁酸弧菌属、粘质赛氏杆菌属和未分类的韦荣球菌科的相对丰度显著增加；SARA组中发现的普雷沃菌属1、理研菌科RC9肠道类群、未分类的拟杆菌目RF16肠道类群、普雷沃氏菌科UCG-003、普雷沃氏菌科UCG-001、普雷沃菌属、琥珀酸菌和未分类的拟杆菌目BS11肠道类群的相对丰度显著降低（图S2b）。

图2. 两组奶山羊供体瘤胃微生物组成。a 两组奶山羊瘤胃微生物群的Chao1指数；b Shannon指数。采用Mann-WhitneyU检验对a、b两组进行比较。c 两组奶山羊瘤胃微生物群的主坐标分析（PCoA）。基于ANOSIM分析对数据进行统计分析。dSARA组和健康组门水平的平均相对丰度和属水平的平均相对丰度；相对丰度小于1%的细菌被归类为其他细菌。Health：健康奶山羊晨饲后连续6 h每小时的瘤胃微生物，SARA：SARA奶山羊晨饲后连续6 h每小时的瘤胃微生物。*表示差异处于显著水平，p < 0.05，**表示差异处于显著水平，p < 0.01。图上的误差线代表标准误差。

3 两组供体饲喂后6h内不同常见瘤胃细菌的动态变化

我们进一步分析了饲喂后6 h每个时间点瘤胃微生物的变化，我们发现与健康组相比，SARA组奶山羊瘤胃微生物群落的多样性和丰富度（Shannon和Chao1指数）均显著降低（图S3a-l）。在喂食后6 h期间的每一小时，细菌群落（图S4a-f）都存在显著差异。此外，我们在饲喂两组山羊后的6 h内发现了29个常见的差异属。在健康组显著增加的12个属中，普雷沃菌属1、普雷沃氏菌科UCG-001和普雷沃氏菌科UCG-003的相对丰度在饲喂6 h内逐渐下降（图3a）。然而，未分类的拟杆菌目RF16类群、普雷沃菌属和琥珀酸弧菌科UCG 002的相对丰度（饲喂后5 h相对丰度最高）和Marinifilaceae未分类类群、未分类的拟杆菌目BS11肠道类群和未分类的拟杆菌目的相对丰度（相对丰度在饲喂后2 h最高）在喂食后6 h期间均先增加后减少（图3b）。此外，普雷沃氏菌科Ga6A1类群先升高，然后稳定，最后下降，而厌氧支原体属先降低，然后稳定，最后上升。此外，Tyzzerella 3在喂食后的6 h内先增加后保持稳定（图3c）。

在SARA组中显著增加的17个细菌属中，多尔氏菌属、凸腹真杆菌和韦荣球菌科未分类类群的相对丰度在饲喂后6 h内的变化呈“W”形（图3d），而棒状杆菌1、FD2005的相对丰度呈“M”形（图3e）。此外，毛螺菌科XPB1014类群、梭菌目未分类类群、毛螺菌科NK3A20类群和假丝酵母在饲喂后6 h内先下降，然后上升，最终下降（图3f），其他8个属在饲喂后的6 h内逐渐减少（图3g）。

图3. 饲喂来自SARA和健康组的供体后6 h内常见瘤胃鉴别细菌的动态变化（P < 0.05）。a 细菌的相对丰度显著增加（FDR < 0.05），随着时间的推移，健康组的血压逐渐下降。b 健康组显著增加（FDR < 0.05）的细菌相对丰度随时间逐渐减少。c 健康组中显著增加（FDR < 0.05）的细菌相对丰度随时间的变化具有独特的变化规律。d SARA组显著增加（FDR < 0.05）的细菌相对丰度随时间变化呈“W”形。e SARA组显著增加（FDR < 0.05）的细菌相对丰度随时间变化呈“M”形。f SARA组显著增加（FDR < 0.05）的细菌的相对丰度先下降，然后随着时间的推移而增加和减少。g SARA组显著增加（FDR < 0.05），的细菌相对丰度随时间逐渐减少。使用Mann-Whitney U检验和经Benjamini-Hochberg FDR调整的多重比较，来对属水平上显著不同的细菌进行排序。这里列出的所有细菌都是早上饲喂后所有6 h内SARA组和健康组之间发生FDR < 0.05显著变化的细菌。Health：来自健康组的奶山羊，SARA：来自SARA组的奶山羊。图上的误差线代表标准误差。

4 不同瘤胃发酵菌属水平的相关性分析及两组供体瘤胃微生物差异功能预测

健康组显著增加的12个属与瘤胃pH值、乙酸比例、总挥发性脂肪酸浓度呈显著正相关。在SARA组中显著增加的17个属与瘤胃LPS浓度和瘤胃丙酸、丁酸和异戊酸的比例显著正相关（图4a）。使用PICRUSt2（通过重建未观察状态2进行群落系统发育调查）从16S rRNA测序数据预测瘤胃微生物的功能组成谱，与健康组相比，SARA组代谢和环境信息处理基因的相对丰度明显更高，但在多个KEGG（1级）类别中，遗传信息处理、细胞过程、人类疾病和生物系统的相对丰度较低（图4b）。与健康组相比，SARA组的能量、氨基酸、核苷酸辅因子和维生素代谢相对丰度明显较低，复制和修复、翻译和转录基因特征较差，但在多个KEGG（2级）类别中异生物质生物降解和代谢、聚糖生物合成和代谢、细胞过程和信号传导、脂质代谢、信号转导、遗传信息处理的相对丰度较高（图4c）。

图4. 相关分析和功能预测。a 两组供体在饲喂后6 h内菌属水平差异与瘤胃发酵参数的Pearson相关性。b 基于PICRUSt预测多个KEGG（1级）类别中两组奶山羊供体瘤胃微生物的差异功能。c 基于PICRUSt2预测多个KEGG（2级）类别中两组奶山羊供体瘤胃微生物的差异功能。Health：健康组的奶山羊，SARA：SARA组奶山羊。Mann-WhitneyU检验与经Benjamini-HochbergFDR调整的多重比较一起使用，对预测的宏基因组通路分析中显着不同的通路进行排序。*表示差异处于显著水平，p < 0.05，**表示差异处于显著水平，p < 0.01。

5 RMT能显著影响抗生素预处理小鼠肠道菌群的定殖

使用抗生素处理后，小鼠小肠和结肠的微生物丰富度显著降低（图5a-d），小肠和结肠的细菌群落也显著改变（图S5e，f）。此外，在抗生素处理后，小鼠小肠和结肠中的扩增子序列变异体（ASVs）数量也显著减少（图5g，h），这表明抗生素处理前可显著消耗原始肠道微生物群。此外，与未使用RMT和抗生素的小鼠相比，使用抗生素预处理的RMT可显著改变小鼠结肠或小肠中的微生物群（图S5i，j），但是在没有抗生素预处理的RMT小鼠结肠或小肠中的微生物群与没有RMT和抗生素的小鼠结肠或小肠中的微生物群无显著分离（图S5i，j）。这些结果表明抗生素预处理对RMT是必要的，同时也说明本研究中抗生素预处理后的RMT是成功的。

根据结肠微生物的α多样性结果，与仅接受抗生素和高淀粉饲料喂养的Anti-S组相比，在接受抗生素和来自SARA山羊的RMT，然后喂食高淀粉饮食的Anti-SARA-S组中，发现Chao1和Shannon指数显著增加。值得注意的是，Anti-Health-S组的结肠微生物Shannon指数也显著增加，该组从健康山羊接受抗生素和RMT，然后喂以高淀粉饮食（图5c，d）。然而，小肠微生物的α多样性没有显著差异（图5a，b）；β多样性分析显示，RMT后小鼠小肠和结肠中的细菌群落也发生了显著改变（图5e，f）。这些结果表明，RMT能显著改变抗生素预处理小鼠肠道细菌群落，尤其是结肠细菌群落。

与Anti-S组相比，Anti-Health-S和Anti-SARA-S组的体重显著增加，Anti-Health-S组的胰腺重量和胰腺指数显著增加（表S1）。这些结果可能是RMT后肠道菌群定植的结果，这也表明RMT可以影响小鼠肠道菌群。

图5. 瘤胃微生物移植（RMT）对抗生素处理小鼠肠道微生物组成的影响。抗生素处理小鼠RMT后小肠细菌群落的aChao1指数和bShannon指数。c抗生素处理后小鼠RMT后结肠细菌群落的Chao1指数和Shannon指数。采用Kruskal-Wallis检验和Dunn事后检验对（a-d）数据进行统计学分析。e抗生素处理小鼠RMT后小肠细菌群落的主坐标分析。f抗生素处理小鼠RMT后结肠细菌群落的主坐标分析。（e）和（f）的数据基于ANOSIM分析进行统计分析。Anti：服用抗生素的小鼠；Health：小鼠灌胃健康奶山羊瘤胃液；SARA：小鼠灌胃SARA奶山羊瘤胃液；S：高淀粉饲料饲喂小鼠；s：小鼠小肠；c：小鼠结肠。*表示差异处于显著水平，p < 0.05，**表示差异处于显著水平，p < 0.01。

6 在小鼠结肠和供体奶山羊瘤胃之间鉴定出相似的细菌群落和发酵作用

根据β多样性分析的结果，山羊的瘤胃细菌组成、受体小鼠结肠和小肠微生物组成之间存在显著差异（图6a，b）。进一步计算各组的加权UniFracANOSIM距离，山羊瘤胃细菌组成与受体小鼠结肠微生物组成之间的距离（包括Health与Anti-Health-S-c组，以及SARA组与Anti-SARA-S-c组）显著低于山羊瘤胃细菌组成与小鼠小肠微生物组成之间的距离（Health组与Anti-Health-S-s组，SARA组与Anti-SARA-S-s组）（FDR < 0.05，图S6a，b）。这一结果表明，供体瘤胃液的微生物组成与受体小鼠的结肠微生物组成更为相似。

我们进一步比较了小鼠各肠内容物的VFA成分与相应供体奶山羊瘤胃液的VFA组成。结果表明，当小鼠在RMT后喂食高淀粉饮食时，Anti-Health-S组和Anti-SARA-S组小鼠结肠内容物中仅VFA的组成发生显著变化。简言之，与Anti-Health-S组相比，Anti-SARA-S组结肠内容物中乙酸、丁酸、总酸的浓度以及乙酸与丙酸的比率显著降低（图6e，f）。值得注意的是，健康组和SARA组的山羊在瘤胃乙酸和总酸浓度及比例方面存在相似的显著差异（图6c，d）。然而，在RMT后，Anti-Health-S和Anti-SARAS组受体小鼠小肠和盲肠内容物中VFA的组成没有显著变化（图S6c-f）。

图6. 在瘤胃微生物移植（RMT）后鉴定了抗生素处理小鼠的肠道微生物组成和肠道发酵参数的变化。a基于加权UniFrac距离的小鼠（灌胃健康奶山羊瘤胃液）肠道菌群与供体（健康奶山羊）瘤胃菌群的主坐标分析。b基于加权UniFrac距离的小鼠（SARA奶山羊瘤胃灌胃）肠道细菌群落和供体（SARA奶山羊）瘤胃细菌群落的主坐标分析。采用ANOSIM分析对（a）和（b）数据进行统计分析。c健康和SARA供体瘤胃中VFA的浓度和d相对比例。e抗生素处理小鼠RMT后给予高淀粉饲料的小鼠结肠中VFA的浓度和f相对比例。（c-f）的数据采用Student's t检验进行分析，用平均值标准误表示。Anti：服用抗生素的小鼠；Health：用健康奶山羊的瘤胃液灌胃小鼠；SARA：小鼠灌胃SARA奶山羊瘤胃液；S：小鼠高淀粉饲料；s：小鼠小肠；c：小鼠结肠。*表示差异处于显著水平，p < 0.05，**表示差异处于显著水平，p < 0.01。图上的误差线代表标准误差。

7 高纤维饲料能减轻SARA奶山羊瘤胃微生物介导的小鼠结肠炎症，促进结肠紧密连接蛋白基因表达

由于RMT后小鼠结肠的细菌群落和发酵参数与供体更为相似，我们还检测了结肠组织的炎症指标和肠上皮的通透性。与Anti-S组相比，Anti-SARA-S组小鼠结肠组织中IL-1β和IFN-γ的mRNA表达明显增加，Anti-Health-S和Anti-SARA-S均显著降低小鼠结肠中Claudin-7 mRNA的表达（图7a，b）。

鉴于高纤维日粮对奶山羊SARA的缓解作用，我们在受体小鼠中进行了类似的研究。RMT后食用高纤维饮食的小鼠显示，来自Anti-SARA-F（小鼠同时服用SARA山羊的抗生素和RMT，然后用高纤维饮食喂养）的结肠组织中的炎症因子与Anti-Health-F（小鼠同时服用健康山羊的抗生素和RMT，然后用高纤维饮食喂养）和Anti-F组（只接受抗生素和高纤维饮食）的结肠组织中的炎症因子相似。此外，与Anti-F组相比，Anti-SARA-F组显著增加了小鼠结肠组织中Claudin-4的mRNA表达。与Anti-Health-F组相比，Anti-SARA-F组也显著增加了小鼠结肠组织中Occludin、Claudin-4和Claudin-7的mRNA表达（图7c，d）。

图7. 瘤胃微生物移植（RMT）对抗生素处理小鼠结肠炎症和肠上皮通透性的影响。a在RMT后接受高淀粉饮食的抗生素处理的小鼠细胞中细胞因子和b紧密连接蛋白的相对mRNA表达。c在RMT后用高纤维饮食饲喂的抗生素处理小鼠的结肠上皮细胞中细胞因子和d紧密连接蛋白的相对mRNA表达。使用ANOVA检验分析数据，如果通过方差分析观察到显著的处理效果，则通过Duncan’s多重比较检验确定处理之间的显著差异。Anti：服用抗生素的小鼠；Health：用健康奶山羊的瘤胃液灌胃小鼠；SARA：小鼠灌胃SARA奶山羊瘤胃液；S：小鼠高淀粉饲料；F：小鼠高纤维饮食。a-b上标字母相同的指标的均值表示无显著差异（p < 0.05)。图上的误差线代表标准误差。

讨论

瘤胃酸中毒是反刍动物摄入大量谷类饲料后的快速发酵过程，当过量的有机酸在瘤胃中积累时，会产生大量的有机酸，导致瘤胃液pH值迅速下降。一般认为，当瘤胃pH值低于5.6、日常维持时间约为3 h时，会发生亚急性瘤胃酸中毒，pH值低于5.0时发生急性酸中毒。在本实验中，SARA组通过改变膳食组成，SARA组在喂食后6 h内将pH值保持在5.6以下3 h，则认为SARA模型成功地发挥了作用。碳水化合物被瘤胃中的微生物发酵，产生大量的VFA。因此，当膳食碳水化合物组成发生变化时，VFA比率也会发生变化。本实验健康组与SARA组瘤胃发酵参数差异显著。以往的研究表明，高浓度日粮的发酵提高了瘤胃中丙酸的比例，降低了乙酸的比例及乙酸与丙酸的比率；低浓度日粮发酵可以提高乙酸比例，这与本研究的结果一致。Doepel等人报道，T-VFA浓度随日粮小麦比例的增加而增加，瘤胃pH值的变化与VFA浓度呈高度负相关。但本实验表明，虽然SARA组的pH值降低，但T-VFA浓度却明显降低，这可能与瘤胃中乳酸的浓度有关，其pH值远低于VFA，这导致瘤胃pH降低，而SARA群中乳酸产生菌毛螺菌科NK3A20类群和毛螺菌科XPB1014类群的显著增加也证实了这一结果。

LPS是革兰氏阴性菌细胞壁的主要成分。大量研究表明，在反刍动物饲喂高谷类饲料时，革兰氏阴性菌会大量增殖，然后细菌会裂解，导致瘤胃中游离LPS浓度急剧上升。本研究结果与以往研究一致，即日粮浓缩液比例由30%提高到70%，瘤胃液中游离LPS浓度由6830 EU/mL提高到15266 EU/mL，从不同菌种与瘤胃发酵指标的相关性分析结果可以得出，主要产乙酸菌均为革兰氏阴性菌，如未分类的拟杆菌目BS11肠道类群、琥珀酸弧菌科UCG-002、普雷沃菌属、普雷沃氏菌科UCG-001、普雷沃氏菌科UCG-003和厌氧支原体属等，与瘤胃LPS浓度、丙酸比、丁酸比等呈显著负相关。此外，初级丙酸产生菌均为革兰氏阳性菌，如未分类的韦荣球菌科、瘤胃球菌属2、假丝酵母等，与瘤胃pH、乙酸比等呈显著负相关。这些微生物结果也与瘤胃发酵指标的差异相一致。

根据β多样性分析的结果，两组供体奶山羊的瘤胃细菌群落也存在显著差异（图2C）。在两组优势菌中，SARA组中已被证实为瘤胃初级淀粉降解菌的厚壁菌和放线菌的相对丰度显著增加，并显著降低拟杆菌的丰度，其已经证明是瘤胃中主要的纤维素分解细菌。在此基础上，本研究还实时监测了两组山羊在饲喂后6 h内瘤胃细菌变化，特别是29个共有差异属的动态变化。值得注意的是，与瘤胃pH值呈负相关但与LPS浓度呈正相关的属，如DNF00809、假丝酵母、毛螺菌科NK3A20类群、未分类韦荣球菌科、棒状杆菌1、瘤胃球菌2、未分类梭菌目等，在SARA组均显著增加。虽然以前的研究没有报道这些细菌在SARA中的作用，但这些细菌可能是导致瘤胃pH值下降和瘤胃SARA发生的关键细菌。此外，根据对瘤胃细菌的实时监测，在这6 h之中，先前报道的对淀粉消化有反应的普雷沃菌属、普雷沃氏菌科UCG-001、普雷沃氏菌科UCG-003和普雷沃菌属1在SARA组（高淀粉饮食）中显著减少。这一结果主要是由于瘤胃pH值低于5.6达3 h以上时这些细菌的溶解作用引起的，这进一步导致瘤胃游离脂多糖LPS的增加，进而诱导SARA的发生。综上所述，随着淀粉添加量的增加，SARA组瘤胃pH值显著降低，LPS浓度显著升高，这可能受上述差异属的影响，但需在今后的研究中进一步检验。这一证据表明，两组供体瘤胃液的微生物组成和发酵情况存在较大差异，可作为两种生理状态的重要指标。因此，我们假设来自不同供体的瘤胃微生物群可以将相应的表型转移到抗生素处理小鼠的肠道中，并使用瘤胃微生物群移植进行试验。

RMT后，与未经RMT的处理组相比，体重显著增加。鉴于肠道微生物在人体消化和利用营养物质中的重要作用，根据小鼠经RMT后结肠微生物α多样性的结果，与未经RMT24的小鼠相比，微生物的多样性和丰富度有所增加，最终提高了小鼠对营养物质的利用。此外，我们还发现，在RMT后摄入高淀粉饲料的小鼠中，接受SARA组瘤胃液的小鼠比接受健康组瘤胃液的小鼠体重增加更为显著。这一发现可能是由于SARA组瘤胃液中含有大量的淀粉降解菌，可以使用高淀粉日粮。健康组含有大量的纤维降解菌，但通过高纤维日粮摄入健康组瘤胃液的小鼠体重增加并未比摄入SARA组瘤胃液的小鼠更明显。这一发现可能是由于小鼠胃的pH值较低，导致大量纤维降解菌的裂解，无法利用高纤维饮食中的营养物质所致。

通过对RMT后小鼠小肠和结肠内容物的微生物组成进行测序，发现小鼠结肠内容物的微生物组成与供体瘤胃的微生物组成更为相似。与健康组和SARA组山羊瘤胃乙酸和总酸浓度及比例的显著差异相似，Anti-Health-S组和Anti-SARA-S组小鼠结肠内容物中VFA的组成发生显著变化（图6C-F）。结肠中存在大量的微生物来发酵碳水化合物和蛋白质等未消化的营养素，研究表明从前肠逸出的碳水化合物进入结肠发酵可降低血糖反应，有利于机体的健康。此外，小鼠RMT后，Anti-SARA-S组结肠炎症因子mRNA表达显著升高，而小鼠结肠Claudin-7mRNA表达降低。由于高纤维饲料可以减轻反刍动物的酸中毒，我们在小鼠上进行了类似的实验。与接受来自健康山羊和高淀粉饲料的微生物群的小鼠相比，来自SARA山羊的RMT对接受高淀粉饲料的小鼠受体可显著增加炎症反应并降低小鼠结肠的肠道屏障功能。然而，尽管进行了相同的RMT实验，但高纤维处理减轻了接受SARA组奶山羊RMT的小鼠炎症反应并减少了结肠的肠道屏障损伤。这两个实验的差异结果表明，与炎症增加有关的细菌主要是淀粉利用菌，因此高纤维饮食不利于这些细菌的生长，从而减轻了炎症反应，减轻了小鼠结肠的肠屏障损伤。与供体一样，高谷物饮食可以增加这些淀粉利用菌的丰度，降低瘤胃pH值，然后降低上皮细胞的屏障功能。这些改变增加了这些内毒素和其他免疫原性化合物从消化道的易位，并且可能是反刍动物炎症的原因。通过平衡膳食中的物理有效纤维、非纤维碳水化合物和淀粉的含量来预防这种疾病，这主要是由于纤维利用细菌的增加，瘤胃pH随之升高，淀粉利用菌的裂解降低，瘤胃LPS浓度降低。此外，SARA组供体瘤胃液中的高浓度LPS也可能直接导致小鼠结肠炎症，而膳食纤维的应用已被广泛证明可减少结肠炎症和上皮通透性。

本研究存在一定的局限性；首先，无菌小鼠和抗生素处理小鼠都被广泛用于测试肠道微生物群的作用，而在本实验中，只有抗生素处理小鼠被用作RMT受体。抗生素处理的小鼠与无菌小鼠模型仍有较大差异，因此在今后类似的实验中，可以考虑选择无菌小鼠作为受体。此外，小鼠样本的含量较低，这使得无法测量与供体相对应的一些指标，如肠道内容物的pH值。此外，本研究主要集中在通过16S rRNA基因测序的细菌群落改变在SARA发生中的作用，不能很好地确定瘤胃微生物群的其他组成如真菌和古细菌的作用。最后，通过扩增部分16S rRNA基因（V3-V4区域），在物种水平上的分类不太可靠，并且使用PICRUSt2无法反映实际的宏基因组和微生物功能变化。然而，与以前版本的PICRUSt相比，使用PICRUSt2可以提供更好的预测来搜索SARA发生中潜在的宏基因组功能作用。在本文中，可以使用鸟枪法测序进一步研究宏基因组改变，以阐明细菌、真菌和古细菌在SARA发生中的作用。

根据我们的研究结果，有几个新的科学项目可以进一步研究。考虑到在受体小鼠的结肠中发现了类似的山羊瘤胃细菌群落，在未来的研究中可以进一步测试通过结肠灌注或直肠接种开发的RMT方法，并可能作为一种可行和有效的方法来测试瘤胃微生物在小鼠模型中的作用。此外，先前的研究还报道了在提供高谷物饮食时易酸中毒或抗酸中毒的山羊，但本研究尚未对此进行研究。阐明其潜在的作用机制，有助于进一步了解SARA发生过程中宿主-菌群之间的相互作用，这也值得进一步研究。

结论

总之，两组奶山羊供体的细菌群落和瘤胃发酵模式存在显著差异。RMT后，在结肠中发现了类似于瘤胃的发酵模式，结肠微生物群也更接近供体。这些结果表明，小鼠结肠可以在一定程度上反映瘤胃微生物组成的变化。同时，RMT还将SARA的炎症反应传递给小鼠结肠，高纤维饲料的应用减轻了小鼠结肠的炎症反应，其作用与SARA对奶山羊的作用相似。本研究为了解亚急性瘤胃酸中毒的发病机制提供了基础资料，为利用无菌或抗生素预处理小鼠作为模型动物验证反刍动物胃肠道微生物的功能提供了新的视角。