基因工程TCR-T细胞产生和应用

工程CAR和TCR的设计

内源性和工程化的TCR识别靶细胞上目标抗原的多肽-HLA复合体。工程TCR通常不会偏离α-/β链异二聚体的经典TCR结构，并能够形成功能性TCR-CD3复合体(图1，左)。抗原识别时，细胞内的两个CD3ζ域诱导下游的TCR信号。相反，CAR被设计成单分子，由单链可变区(scFv)、铰链区、跨膜区和细胞内共刺激信号域组成(图1，右)。scFv是抗体轻链可变区和重链可变区的融合蛋白，通过肽接头连接，有助于抗原识别。与工程或内源性TCR相反，CAR不能组装CD3复合体，scFv对表面抗原的识别是不依赖于HLA的。第一代CAR证明了这一概念的可行性，证明了连接到细胞内的CD3ζ域足以在抗原识别时进行下游信号传递。对该形式的下一次迭代包括一个膜近端共刺激信号结构域，CD28或4-1BB，以结合初级和共刺激信号与增加IL-2产生。为了增强抗肿瘤活性并潜在地增加CAR-T细胞的持久性，在第三代CAR中增加了第二个共刺激结构域。目前许多第三代CAR-T细胞在临床研究中显示出良好的安全性，并将评估它们在CD19恶性肿瘤患者中的持久性。

支持这一观点的一项I期临床试验(NCT01853631)观察到，与第二代(CD28)细胞相比，在r/r NHL患者中同时输注CD19第三代(CD28和4-1BB)CAR-T细胞扩增更多持续时间更长。一种新的概念被应用于第四代CAR或重定向的T细胞，用于抗原非限制性细胞因子启动的杀伤(TRUCKs)。TRUCKs将CAR与由合成的NFAT反应元件和IL-2最低限度启动子和转基因组成转基因表达盒结合在一起。CD3ζ介导的信号最终导致NFAT的磷酸化、转位到细胞核内以及转基因的表达。由于TRUCK的概念依赖于CD3ζ介导的NFAT易位，因此它不仅适用于CAR-T，也适用于TCR-T细胞。这种方法最常见的转基因蛋白是IL-12和IL-18，但目前正在探索许多其他细胞因子和酶。TRUCK的概念对实体肿瘤的治疗特别感兴趣，它将T细胞介导的杀伤与通过分泌细胞因子对肿瘤微环境(TME)的免疫调节相结合。IL-12和IL-18在TME中的分泌可能通过吸引和激活巨噬细胞和NK细胞来增强抗肿瘤级联反应。由于CAR结构没有细胞因子介导的信号转导的特定结构域(也称为信号3)，新的发展包括带有截短的细胞因子受体细胞内域(例如，IL-2Rβ结构域)和STAT3结合基序以诱导JAK/STAT信号传导。这种方法在体外阻止了终末分化，并在临床前肿瘤模型中显示出比第二代CAR-T细胞更强的持久性和抗肿瘤活性，但这种形式可能需要进一步评估以证明其翻译潜力。

图1 TCR和CAR。

与正常T细胞相比，CAR-T细胞本身具有较低的抗原敏感性，并且强直CAR信号与CAR-T细胞耗竭有关。这可能至少部分是由于包含10个富含免疫受体酪氨酸激活基序(ITAM)的TCR-CD3复合体与仅包含3个ITAM的传统CAR相比，其信号模式不同。为了将内源性CD3信号复合体与抗体介导的抗原识别结合起来，开发了一种双链嵌合受体，称为合成TCR和抗原受体(STAR)，将恒定的α和β结构域融合到抗体的轻链和重链可变区。在实体瘤小鼠模型中，与第二代CAR-T细胞相比，STAR在抗原识别方面已被证明提供TCR-like信号，具有更高的抗原敏感性和抗肿瘤活性。这可能是一个有趣的新设计，然而，由于其增强的抗原敏感性而增加on-target off-tumor毒性的潜在风险可能会限制其临床应用，需要进行研究。

基因工程T细胞的制造

图2 常规CAR-T和TCR-T细胞治疗的工作流程。对于大多数常规的CAR-T和TCR-T细胞疗法，自体患者来源的白细胞是在临床中心通过白细胞分离收集(上)，并在冷冻保存后运往制造中心(下)。富集的T细胞用CAR或TCR进行基因工程，扩增后冷冻保存并运往临床中心输注给患者。通常建议在输液前一周进行淋巴清除化疗，以增加基因工程T细胞的植入。

TCR-T细胞基因转移技术的特殊要求

CAR-T细胞疗法制造工艺的许多进步很可能被转移到TCR-T细胞疗法。然而，产生TCR-T细胞的一个特殊问题是，将工程TCR引入T细胞可能会导致工程α或β链与内源性链错配。这是一种不可预测的风险，因为错配的TCR具有未知的反应性，未经过胸腺选择，并可能导致针对自身肽的TCR的形成，从而导致自身免疫或移植物抗宿主病(GvHD)。虽然早期对保留内源性TCR的TCR-T细胞的临床试验没有观察到GvHD，但防止错配安全风险的方法将是有益的。因此，已经开发了许多策略来避免错配不同成功的事件，如图3所示。

图3 避免TCR错配的策略。(A)TCR α:β异二聚体的天然结构(此处未显示CD3ε、CD3δ和CD3γ亚基)。(B)在恒定区α和β结构域之间具有额外的二硫键(SS)的工程TCR α:β异二聚体。(C)含有小鼠恒定区α和β结构域的TCR α:β异源二聚体。(D)TCRα:β异源二聚体，具有可变(左)、恒定(中)或跨膜(右)结构域的α和β结构域交换。(E)带有融合细胞内CD3ζ结构域的工程TCRα:β异源二聚体。(F)带有融合细胞内CD3ζ域的工程单链TCR。(G) 工程单链TCR，具有铰链结构域而不是恒定和跨膜β域，并包含共刺激（Costim）和CD3ζ结构域。(H) 工程化的3域单链TCR，在恒定α和β域与可变α域之间具有额外的SS键，并且在可变β域附近具有接头残基。恒定α域与 3 域单链 TCR 共表达。(I)原位TCR α链和β链替代与CRISPR-Cas9基因编辑。工程TCR构建体被引入具有左同源臂（LHA）和右同源臂（RHA）的TRAC的外显子1中。内源性TRAC基因座通过插入工程TCR构建体破坏，内源性TRBC1 / TRBC2基因位点被另一个gRNA破坏。

在恒定结构域中插入额外的二硫键、恒定结构域的小分子化或结构域交换都可以减少错配事件，但不能完全阻止错配事件(图3B-D)。只有CD3ζ融合链或单链TCR结构消除了错配，但不与内源性CD3γ，δ和ε亚基形成TCR复合体(图3E，F)。进一步消除了恒定的β结构域，并增加了一个细胞内共刺激的CD28域或4-1BB结构域，这类似于CAR的结构和信号模式(图3G)。然而，与天然TCR-CD3复合体相比，这种改变的结构降低了敏感性，就像传统CAR的情况一样。因此，一种较新的scTCR支架试图整合天然CD3复合体的组装，以利用经典TCR信号的好处(图3H)。这个3结构域的scTCR由vα-接头-vβ片段融合到cβ结构域组成，并利用cα结构域的共表达，几乎不会发生错配。此外，在vα结构域和紧邻vβ结构域的接头残基之间插入二硫键足以防止残留错配。虽然这可能为引入工程化TCR提供了一种安全的替代方案，而不会有错配事件的危险，但设计稳定的scTCR可能会给许多TCR带来技术挑战。稳定性工程可能是这一局限性的潜在解决方案，因为vα-和vβ-结构域中的不同区域已经被证明对scTCR的表面表达和稳定性至关重要。

如果基因工程T细胞的结构与天然结构有很大的偏离，那么天然TCR结构的改变可能会导致更高的免疫原性和更低的持久性。因此，另一种在不改变TCR结构的情况下避免错配对的方法是敲除内源α-和β-链。通过CRISPR-Cas9基因组编辑完成了原位TCR α链和β链替换，最近用于I期临床试验，在16例难治性实体癌患者中实现内源性TCRs与新抗原特异性TCRs(neoTCRs)的替换(OTR)(图3I)。将TCR基因插入到TRAC基因座的外显子1中会破坏内源α链，而CRISPR介导的TRBC基因敲除会导致内源β链的中断。OTR的另一个优点是不竞争CD3亚基与内源性TCR形成核心TCR-CD3复合体。然而，使用这种编辑方法，引入的TCR的细胞表面表达在某些情况下可能是低效的。在上面提到的最近的试验中，在16名患者产生的37个neoTCR中，neoTCR阳性细胞的细胞表面表达范围从活细胞产物的1.9%到46.8%。这可能是方案优化的问题，因为在同一项研究中，培养基配方和电穿孔装置的变化将敲入效率从13.4%提高到23%。此外，还观察到7号和14号染色体靶点的染色体异常，这是潜在的TRAC：TRBC易位的迹象。off-target编辑和on-target突变是CRISPR介导的方法的主要问题，因为它们可能导致编辑细胞的功能改变甚至恶性转化。对患者的密切监测将是这些新方法的关键，需要进一步努力来了解和减少临床应用中不需要的DNA异常。

基因工程同种异体T细胞

I/II期临床试验(NCT01640301)成功地测试了接受异基因造血细胞移植(HCT)且复发风险高的AML患者的同种异体TCR-T细胞。将来自HCT供者的EBV特异性CD8+T细胞用TCR转导，识别AML相关细胞内抗原WT1。接受同种异体HCT且在HCT后第28天未检测到疾病的具有HLA-A*0201表达的患者预防性给予工程化WT1特异性T细胞。所有12名患者的中位无复发存活率为44个月，与类似风险组的88名患者相比非常有利（无复发存活率54%）。这些结果鼓励使用同种异体巩固ACT作为预防HCT后AML复发的策略。此外，针对同种异体HA-1特异性TCR-T细胞治疗HLA-A*0201阳性和异基因HCT后r/rALL的患者目前正在进行剂量递增研究(NCT03326921)。

这一方法仍处于早期阶段，需要等待更大规模的临床研究，以评估其未来的临床价值。

CAR-T和TCR-T细胞治疗的当前挑战和潜在策略与基因工程T细胞相关的不良反应

工程T细胞治疗最常见和最严重的不良事件是细胞因子释放综合征(CRS)，这是在临床研究中首先观察到的。此外，免疫效应细胞相关神经毒性综合征(ICANs)，通常被称为神经毒性，在接受CD19 CAR-T细胞的患者中非常常见。CRS的症状从轻微发烧到危及生命的症状，再到多器官系统衰竭。对接受工程T细胞的患者进行随访并监测CRS的迹象对于单独使用抗IL6受体激动剂tocilizumab或与皮质类固醇结合使用以及广泛的支持性护理来管理中到重度CRS病例至关重要。ICAN的症状包括头痛、脑病、震颤和癫痫，这些通常是自限性的，但也有罕见的致命病例报告。严重病例通常使用皮质类固醇治疗，而tocilizumab在治疗ICAN方面大多无效，与其对CRS的有效性相反。工程T细胞和其他免疫细胞，特别是巨噬细胞之间的相互作用可能导致以CRS的形式诱导全身炎症，这可能导致血脑屏障的泄漏和ICAN的症状。因此，ICAN通常与患者CRS的严重程度相关，但在某些情况下，在没有CRS的情况下也有报道。

on-target off-tumor毒性是过继T细胞治疗的另一个挑战。与CRS和ICAN不同，这种不良事件不是由相关的内源性免疫细胞间接引起的，而是直接由工程T细胞识别其同源抗原或健康组织上的交叉反应抗原引起的。特别是，在两项针对MAGE-A3阳性癌症的早期临床试验中，TCR-T细胞需要仔细筛选，以避免由于心脏和大脑组织损伤的致命病例而产生的自身反应造成的严重毒性。随着这些TCR亲和力的增强，on-target off-tumor可能会增加。然而，最近针对MAGE-A4的亲和力增强的TCR的研究显示，在没有严重的TCR-T细胞介导的毒性的情况下，临床效果良好，这表明有必要研究每个单独的修饰TCR的此类风险，尽管未修饰的TCR也有可能发生交叉反应。这些病例突显了TCR候选患者筛查方法的困难，以排除潜在的常见和个体化的严重自身反应，这在临床前水平上很难进行充分的测试，但也表明TCR有潜力代表具有良好疗效的安全疗法。

对于同种异体CAR-T和TCR-T细胞的使用，潜在的额外不良事件风险是同种异体工程T细胞对外来MHC分子或宿主细胞上的次要组织相容性抗原的同种反应性，这可能导致GvHD。如上所述，早期临床试验表明，通过基因编辑去除内源性TCR是避免移植物抗宿主病的一种可行策略。此外，血细胞移植后使用同种异体工程T细胞，供者细胞的HLA配型，以及使用非αβT细胞是潜在的策略。然而，与自体T细胞相比，使用这些策略的同种异体工程T细胞的持久性有多长还有待观察，因为宿主免疫系统消除同种异体T细胞是一个严重的问题。

此外，伴随治疗，如T细胞治疗前的淋巴净化，可能会增加血液学毒性，如细胞减少，这是一种常见的不良事件，原因往往不明。总体而言，这突出了CAR-T和TCR-T细胞治疗不良事件的复杂临床情况，以及需要更好的临床前模型来早期预测它们。

基因工程T细胞的持久性

据报道，2例慢性淋巴细胞白血病缓解后CD19 CAR-T细胞持续存在长达10年。虽然在最初的反应中发现了大量的CD8+CAR-T细胞，但在长期缓解期间，几乎只有CD4+CAR-T细胞存在。然而，在许多针对各种肿瘤实体的CAR-T和TCR-T细胞临床试验中，据报道T细胞持久性差，这往往可能是临床疗效有限或复发的原因。因此，通常在工程T细胞治疗之前进行淋巴去除方案的管理，以增加T细胞的持久性。

临床前研究发现，PD-1基因敲除的CAR-T细胞耗竭较少，抗肿瘤活性提高。因此，PD-1基因敲除目前被探索用于治疗肿瘤，使用CAR-T和TCR-T细胞作为一种策略，保护工程T细胞不被耗竭并增强其持久性。使用CRISPR-Cas9基因组编辑去除了内源性TCR和PD-1，并引入了针对CTA的工程TCR NY-ESO-1和LAGE-1，用于治疗2名难治性黑色素瘤患者和1名肉瘤患者。在这2个黑色素瘤患者中，都观察到工程化T细胞运输到肿瘤部位，靶抗原减少，这可能是对TCR-T细胞免疫压力的反应。有趣的是，没有观察到毒性，与之前T细胞保留内源性TCR和PD-1表达的试验相比，所有3名患者在至少9个月的时间内TCR-T细胞的持久性都有所增加。然而，这项I期临床试验的患者数量很少(NCT03399448)，有必要扩大研究范围。持续时间的延长是基于PD-1的消融或是部分地基于内源性TCR的去除，这一点还有待阐明。此外，据报道，在CD19 CAR-T细胞治疗中，PD-1消融也会导致功能衰竭和细胞死亡增加，同时激活程度更高。在慢性淋巴细胞性脉络膜脑膜炎病毒(LCMV)感染的小鼠中进行的PD-1基因敲除实验结果表明，CD8+T细胞耗竭不仅在没有PD-1的情况下发生，而且PD-1甚至保护细胞免受过度刺激和在感染部位向耗尽的效应表型的终末分化。这表明PD-1在某些环境中可能与微调T细胞反应有关，例如高抗原负荷，就像病毒感染一样。在这种情况下，ICI对PD-1的瞬时阻断可能优于PD-1的消融，但对PD-1信号如何在T细胞反应中调节基因表达的理解仍然是个谜，需要进一步阐明。最近的一项研究【PD-1 imposes qualitative control of cellular transcriptomes in response to T cell activation】表明，与生存和增殖相关的基因对PD-1介导的抑制具有抵抗力，而效应器功能则受其基于TCR信号强度的调节。由于PD-1信号转导信号的上下依赖功能，依赖于肿瘤实体和抗原负荷，基因工程T细胞的PD-1消融是否是提高T细胞持久性的有效方法仍有待观察。

此外，一些共刺激开关受体可以防止基因工程T细胞的耗竭，并可能增加它们的持久性。开关受体由抑制性受体的胞外部分(如PD-1、TIGIT、TIM-3)和共刺激受体的胞内信号域(如CD28、4-1BB)组成。具有这些开关受体的基因工程T细胞的抗肿瘤活性和持久性都得到了改善，然而，这些信号轴本质上是复杂的。将天平从耗尽变为激活，而不是像anti PD-1/PD-L1 ICI那样仅仅保持平衡，可能会导致过度刺激和T细胞表型失调。

在最近的研究中，强直的内源性TCR信号也与改善CAR-T细胞的持久性有关。在一项有15名患者参加的I期临床试验中(NCT03545815)，在实体瘤的治疗中，去除间皮素(MPTK)特异性CAR-T细胞中的内源性TCR和PD-1导致TCR缺陷的CAR-T细胞持续时间长达6周以上。令人惊讶的是，TCR阳性的CAR-T细胞在3名患者输注后成为主要成分，尽管它们在输注的细胞产品中很少出现。在小鼠身上重复了这些发现，并假设强直TCR信号在CAR-T细胞持久性中起到有益的作用。另外，这是在低水平植入的情况下，当使用淋巴消耗来增加植入时，可能会有所不同。与这些观察结果一致的是，另一项研究也观察到动物模型中缺乏TCR的CD19 CAR-T细胞的持久性降低。强直TCR信号对CAR-T细胞长寿的作用需要进一步研究，特别是在同种异体CAR-T细胞治疗的背景下，去除内源性TCR已经是预防GvHD的常见做法。内源性TCR替代的TCR-T细胞可能不会因为引入的TCR的强直信号而受到影响。

克服肿瘤抗原逃逸的潜在策略

肿瘤对ACT耐药的一种常见形式是肿瘤抗原通过表面抗原或多肽-HLA复合体的缺失或下调而逃逸。通过设计具有双重CAR或串联CAR的T细胞来靶向多种抗原可以降低肿瘤抗原逃逸的风险(图4A)。CD19/CD22双特异性CAR的I期研究(NCT03233854)的初步结果显示临床疗效，但复发时抗原逃逸主要观察到CD19而不是CD22抗原，表明CAR-T细胞对CD22靶点的免疫压力较小。CD22 scFv在双特异性CAR中的连接比CD19 scFv的细胞因子分泌更少，这一观察结果支持了这一点。另一种采用串联方式的双特异性CD19/CD22 CAR在6例r/r B-ALL患者中显示良好的疗效，并在治疗5个月后观察到1例原始细胞复发，CD19抗原丢失，CD22表达减弱(NCT03185494)。多特异性CAR-T细胞的单一构建方法可能会影响基于连接子设计的抗原结合能力，使用在同一细胞上表达单个CAR分子的双顺反子或三顺反子设计可能有利于避免这些问题。在体外和动物模型中，已经对能够靶向B系的三顺反子CD19/CD20/CD22三特异性CAR-T细胞进行了这一研究，这些细胞都不依赖于CD19的表达。应用双顺反子CD19/CD22双功能CAR-T细胞治疗15例r/r B-ALL患者的I期研究(NCT03289455)的结果显示，CR率为86%，1年总生存率和无事件生存率分别为60%和32%。在多种实体肿瘤中过度表达的B7-H3和CD70的双重靶向，与串联的CAR在肺癌和黑色素瘤异种移植模型中诱导了更好的肿瘤控制和总存活率。此外，给患者输注不同特异性的单一特异性CAR-T细胞或TCR-T细胞的混合物也可能是一个可行的选择，最近已经对接受了多达三个不同特异性的neoTCR-T细胞的实体肿瘤患者进行了输注。

不同抗原的多靶向似乎是克服肿瘤抗原逃逸的可行策略，初步结果表明，它可能提高对共表达多种抗原的肿瘤细胞的抗肿瘤免疫。然而，到目前为止，这种方法受到已知的有希望的肿瘤抗原数量的限制，并将受益于未来发现更多的肿瘤相关抗原和肿瘤特异性抗原。

图4 改进肿瘤过继T细胞治疗的策略。(A)通过使用双特异性双重或串联CAR-T细胞克服肿瘤抗原逃逸的战略。(B)利用合成Notch(synNotch)受体提高肿瘤特异性和降低off-tumor毒性的策略。遇到初级抗原(紫色)会导致转录因子(TF)移位到细胞核内，并表达识别肿瘤细胞上次级抗原(红色)的CAR。只有在抗原和仅表达主要抗原的健康组织存在的情况下，T细胞激活和肿瘤细胞杀伤才会发生。(C)利用基因工程TCR-T细胞靶向细胞内抗原。突变的细胞内蛋白的多肽-MHC是肿瘤相关抗原或肿瘤特异性抗原，是治疗实体瘤的有希望的靶点。肿瘤表面抗原通常在健康组织中有一定程度的表达，并可引起严重的off-tumor毒性。

实体瘤治疗的潜在策略

实体瘤的治疗是最困难的领域之一。由于免疫抑制药物TME导致的T细胞向肿瘤内的有限浸润以及T细胞的耗竭，对治疗反应不足的风险很高。此外，实体瘤中抗原表达的异质性和真正的肿瘤特异性表面抗原的缺乏会对健康组织造成严重的off-tumor毒性。由于难以识别实体肿瘤上的肿瘤特异性表面抗原作为CAR-T细胞治疗的靶点，已开发出具有更高特异性和较低off-tumor毒性的策略，例如合成Notch(synNotch)受体设计(图4B)。synNotch受体对初级抗原的识别会从细胞质尾部切割转录因子，并诱导能够识别肿瘤细胞上次级抗原的CAR的表达。只有当两种抗原都在肿瘤细胞上表达时，T细胞激活和肿瘤细胞杀伤才会发生。这一概念已经应用于实体瘤模型的一些临床前研究中，并证明了实体瘤治疗的特异性提高。synNotch也可用于提高工程TCR选择性杀伤肿瘤细胞的特异性，这已被证明用于synNotch-TCR体外抗黑色素瘤细胞。

TCR-T细胞本身就具有识别细胞内抗原的能力，通过多肽-HLA的呈递，打开了肿瘤相关或肿瘤特异性抗原的宝库，可用于实体肿瘤的TCR-T细胞治疗(图4C)。如上所述，初步研究表明TCR-T细胞在2例黑色素瘤和1例肉瘤患者中的可行性和有效性，临床试验显示治疗MAGE-A4阳性实体瘤的临床有效率为24%(9/38)。还有证实了以个性化新抗原为靶点的TCR-T细胞治疗的可行性。采用全外显子组测序(WES)和患者肿瘤RNA测序相结合的方法预测潜在的新抗原。下一步，产生多聚体标记的多肽-HLA复合体，用于对患者外周血中预测的新抗原的反应性评估，并为16名患者鉴定和制造neoTCR。尽管这种复杂的工作流程在临床环境中的可行性，但有效性和T细胞持久性是有限的。然而，有100多项过继TCR-T细胞转移的临床试验登记，其中大部分用于治疗实体瘤。TCR-T细胞治疗的障碍包括对特定的HLA型的依赖，在大多数情况下仅限于特定的患者群体，以及对HLA型下调的易感性。此外，细胞内抗原也可以被TCR-like CAR靶向，这种CAR使用识别特定多肽-MHC复合体的scFv分子。最近，针对MAGE-A4-HLA-A*02:01复合体的TCR-like CAR T细胞治疗实体瘤的I期临床试验已经启动，在临床试验中评估更多TCR-like CAR形式的临床疗效将是非常有意义的。总体而言，为了克服实体肿瘤免疫逃避的复杂机制，未来实体肿瘤的治疗可能需要多种不同干预措施的组合方法。

参考文献：

Foy SP, et al. Non-viral precision T cell receptor replacement for personalized cell therapy. Nature (2022).

Dimitri A, Herbst F, Fraietta JA. Engineering the next-generation of CAR T-cells with CRISPR-Cas9 gene editing. Mol Cancer (2022) 21(1):78.

Saez-Ibanez AR. Landscape of cancer cell therapies: trends and real-world data. Nat Rev Drug Discov (2022) 21(9):631–2.

Hiltensperger M, Krackhardt AM. Current and future concepts for the generation and application of genetically engineered CAR-T and TCR-T cells. Front Immunol. 2023 Mar 6;14:1121030.

Arnaudo L. On CAR-ts, decentralized in-house models, and the hospital exception. routes for sustainable access to innovative therapies. J Law Biosci (2022) 9(2):lsac027.

Gunnarsen KS, et al. Soluble T-cell receptor design influences functional yield in an E.coli chaperone-assisted expression system. PLoS One (2018) 13(4):e0195868.

Ghassemi S, et al. Rapid manufacturing of non-activated potent CAR T cells. Nat BioMed Eng (2022) 6(2):118–28.

Morris EC, Neelapu SS, Giavridis T, Sadelain M. Cytokine release syndrome and associated neurotoxicity in cancer immunotherapy. Nat Rev Immunol (2022) 22(2):85–96.

Shimizu K, et al. PD-1 imposes qualitative control of cellular transcriptomes in response to T cell activation. Mol Cell (2020) 77(5):937–50.e6.